不同类型的浮游生物样本处理和保存方法存在一定差异，以下是一些常见的情况：

　　

　　一、浮游植物

　　

　　1、样本处理

　　

　　（1）采集：

　　

　　浮游植物采样通常使用浮游生物网，根据水体深度和研究目的选择合适的网孔大小。对于小型浮游植物，一般采用20-25μm的网孔；对于较大体型的藻类等，可使用稍大网孔的网，如75μm等。

　　

　　从表层到深层缓慢拖网，以获取不同水层的浮游植物样本。拖网速度要均匀，避免对浮游植物造成过大的破坏。

　　

　　（2）固定：

　　

　　常见的固定方法是使用鲁哥氏液（Lugol'ssolution）。它由碘、碘化钾和蒸馏水配制而成。一般每1000ml水样中加入15-20ml鲁哥氏液。鲁哥氏液可以使浮游植物细胞内的蛋白质凝固，保持细胞形态，并且具有一定的染色作用，方便在显微镜下观察。

　　

　　对于一些需要长期保存或者对固定剂比较敏感的浮游植物，也可以考虑使用甲醛-丙三醇混合固定剂。这种固定剂能够更好地保存细胞的精细结构，甲醛的最终浓度一般在2%-4%，丙三醇浓度在10%-20%。

　　

　　2、样本保存

　　

　　（1）短期保存（几天到几周）：

　　

　　将固定好的样本放在避光、低温（4-10℃）的环境下保存。可以使用冷藏箱或者冰箱的冷藏室。这样的条件可以减缓浮游植物细胞的新陈代谢，防止其继续生长或死亡过快，从而保证样本的代表性。

　　

　　（2）长期保存（几个月到几年）：

　　

　　经过鲁哥氏液固定的浮游植物样本可以保存在棕色试剂瓶中，置于阴凉处。如果是使用甲醛-丙三醇混合固定剂固定的样本，也可以采用类似的方式保存，但要避免阳光直射，因为光照可能会引起化学反应，影响固定效果。

　　

　　二、浮游动物

　　

　　1、样本处理

　　

　　（1）采集：

　　

　　浮游动物采样同样使用浮游生物网，但网孔大小要根据目标浮游动物的大小来选择。例如，对于小型轮虫、枝角类等，可使用30-50μm的网孔；对于较大的桡足类等，可能需要100-200μm甚至更大的网孔。

　　

　　采集过程中要注意避免对浮游动物造成机械损伤，尽量轻柔地操作采样设备。有些浮游动物具有趋光性或避光性，可能需要在不同光照条件下进行分层采样。

　　

　　（2）麻醉与固定：

　　

　　对于一些活动能力较强的浮游动物，如桡足类，可以先使用低浓度的麻醉剂（如硫酸镁溶液，浓度约为1%-2%）进行处理，使其暂时失去活动能力，便于后续操作。麻醉时间一般为10-15分钟。

　　

　　固定浮游动物常用的固定剂是福尔马林（甲醛溶液），最终浓度一般在2%-4%。福尔马林可以使浮游动物的蛋白质变性，起到固定形态的作用。但福尔马林对细胞的核酸等成分有一定的破坏作用，所以如果后续需要进行分子生物学相关的研究，可能需要采用其他更合适的固定方法，如使用乙醇或丙酮等有机溶剂固定。

　　

　　2、样本保存

　　

　　（1）短期保存（几天到几周）：

　　

　　将固定后的浮游动物样本放在4-10℃的冰箱中冷藏保存。在这个温度范围内，浮游动物的形态和内部结构能够保持相对稳定，有利于后续的形态学观察和分类研究。

　　

　　（2）长期保存（几个月到几年）：

　　

　　可以使用冷冻保存的方法。将经过适当处理（如用抗冻剂预处理）的浮游动物样本放入低温冰箱（-20℃以下）或液氮罐中保存。冷冻保存可以有效地抑制微生物的生长和酶的活性，从而长时间地保存浮游动物样本。不过，冷冻过程可能会对浮游动物的细胞造成一定的损伤，所以在解冻后用于某些研究时（如细胞培养），可能需要进一步评估样本的活力和完整性。